Lipidhydrolysetest an Bakterien, um herauszufinden, wie sie Lipide hydrolysieren können (mit Abbildung)

Lesen Sie diesen Artikel, um mehr über den Lipidhydrolyse-Test zu erfahren und um herauszufinden, wie Bakterien Lipide (Fette) hydrolysieren können!

Prinzip:

Einige Bakterien haben die Fähigkeit, Lipide (Fette) zu Glycerin und Fettsäuren zu hydrolysieren, da sie das lipolytische Enzym "Lipase" besitzen.

Diese Bakterien werden lipolytische Bakterien genannt. Während die Lipide eine Emulsion bilden, wenn sie in Agar abgegeben werden und Opazität erzeugen, bilden ihre hydrolysierten Endprodukte, Glycerin und Fettsäuren, keine solche Emulsion mit Agar, für die sie keine solche Opazität erzeugen; erzeugen Sie eher Transparenz.

Im Lipidhydrolyse-Test werden die Testbakterien auf Agarplatten gezüchtet, die Tributyrin als Lipidsubstrat enthalten. Tributyrin bildet eine Emulsion, wenn es im Agar abgegeben wird, wodurch ein opakes Medium entsteht.

Wenn die Bakterien die Fähigkeit haben, Lipide zu hydrolysieren, hydrolysieren ihre Kolonien das Tributyrin im Medium in den sie umgebenden Bereichen zu löslichem Glycerin und Fettsäuren (Buttersäure), während die übrigen Plattenbereiche nicht hydrolysiertes Tributyrin enthalten.

Infolgedessen bilden sich um die Kolonien transparente klare Zonen, da die um diese gebildeten Hydrolyseprodukte, Glycerin und Fettsäuren, keine Emulsion mit dem Agar bilden. Andererseits bleiben die übrigen Plattenbereiche undurchsichtig, da das nicht hydrolysierte Tributyrin in diesen Bereichen mit dem Agar eine Emulsion bildet.

Erforderliche Materialien:

Petrischalen, Erlenmeyerkolben, Wattestopfen, Impföse, Autoklav, Bunsenbrenner, Laminar-Flow-Kammer, Entsorgungsglas, Inkubator, Tributyrin-Agar, isolierte Kolonien oder Reinkulturen von Bakterien.

Verfahren:

1. Zwei Petrischalen werden gereinigt, mit Bastelpapier abgedeckt und mit Faden oder Gummiband gebunden (Abbildung 7.22). Dieser Schritt sowie die Sterilisation der Petrischalen in Schritt 6 entfallen, wenn ofensterilisierte Petrischalen direkt verwendet werden.

2. Die Inhaltsstoffe des Tributyrin-Agarmediums (mit Ausnahme von Tributyrin, der die Lipidkomponente darstellt) oder seines für 100 ml des Mediums erforderlichen Fertigpulvers werden eingewogen und in 100 ml destilliertem Wasser in einem 250-ml-Erlenmeyerkolben durch Schütteln gelöst wirbelnd

3. Sein pH-Wert wird unter Verwendung eines pH-Papiers oder eines pH-Meters bestimmt und unter Verwendung von 0, 1 N HCl auf 7, 2 eingestellt, wenn weniger oder weniger 0, 1 N NaOH verwendet wird.

4. Der Kolben wird erhitzt, um den Agar vollständig in dem Medium aufzulösen.

5. Nach Abkühlen auf etwa 90 ° C wird Tributyrin zugegeben und in einem Warring-Mischer emulgiert.

6. Der Kolben ist mit Baumwolle verstopft, mit Bastelpapier bedeckt und mit Faden oder Gummiband gebunden.

7. Die zwei Petrischalen und der Konuskolben, der Tributyrin-Agarmedium enthält, werden bei 121 ° C (15 psi Druck) 15 Minuten in einem Autoklaven sterilisiert.

8. Nach der Sterilisation werden sie aus dem Autoklaven genommen und einige Zeit abkühlen gelassen, ohne dass sich das Medium verfestigt. Die Kühlung des Mediums verhindert die Kondensation und Ansammlung von Wassertropfen in den Platten. Wenn das Medium bereits während der Lagerung hergestellt und verfestigt wurde, muss es durch vorsichtiges Erhitzen verflüssigt werden, bis es vollständig schmilzt.

9. Um Tributyrin-Agarplatten herzustellen, bevor das sterilisierte Tributyrin-Agarmedium sich abkühlt und verfestigt, wird es in warmem geschmolzenem Zustand aseptisch, vorzugsweise in einer Laminar-Flow-Kammer, in die zwei sterilisierten Petrischalen (jeweils etwa 20 ml) gegossen Das geschmolzene Medium bedeckt den Boden der Petrischalen vollständig.

Dann werden die Platten mit ihren Deckeln bedeckt und abkühlen gelassen, um das Medium in ihnen zu verfestigen. Tributyrin bildet eine Emulsion, wenn es in Agar abgegeben wird, wodurch ein opakes Medium entsteht. Wasserdampf, der an der Innenfläche der Platten und Deckel kondensieren kann, wird verdampft, indem die Platten und Deckel etwa 1 Stunde lang in einem Inkubator bei 37 ° C in umgekehrter Position gehalten werden.

10. Jede Platte ist an der Unterseite in vier Viertel markiert.

11. Die "Spot-Inokulation" der Testbakterien erfolgt aseptisch, vorzugsweise in einer Laminar-Flow-Kammer, in der Mitte jedes Viertels, indem mit Hilfe einer flammsterilisierten Schleife ein Spot (oder ein kleiner Abstrich) der Bakterien erzeugt wird. Die Schlaufe wird nach jeder Impfung sterilisiert.

12. Die inokulierten Platten werden 24 bis 48 Stunden lang in umgekehrter Position bei 37 ° C in einem Inkubator inkubiert, bis Kolonien der Bakterien sichtbar sind.