Chromosomenbande der Fische: Bedeutung und Struktur (mit Diagramm)

In diesem Artikel werden wir über die Bedeutung und Struktur der chromosomalen Bande von Fischen diskutieren.

Bedeutung des Chromosomenbandes:

Eine Bande ist definiert als der Teil eines Chromosoms, der sich deutlich von seinem angrenzenden Segment unterscheidet, indem helle (helle) und dunkle Streifen oder Banden erscheinen, die entlang ihrer Länge erscheinen, nachdem sie mit bestimmten Farbstoffen angefärbt wurden.

Die gefärbten Chromosomen zeigen, wenn sie unter dem Mikroskop sichtbar gemacht werden, eine kontinuierliche Reihe von hellen und dunklen Banden (oder fluoreszierenden gegenüber nicht fluoreszierenden). Wichtig ist, dass jedes Chromosom ein einzigartiges „Streifenmuster“ aufweist, das analog zu „Barcode“ ist und somit zuverlässig von anderen Chromosomen gleicher Größe und zentromerer Position unterschieden werden kann (Abb. 36.1).

Die Ursachen vieler Erkrankungen beim Menschen können nun auf Basis der molekularen Genetik ermittelt werden. Das Wolf-Parkinson-Syndrom wird durch Mutation in 7q3 verursacht, was bedeutet, dass der Defekt auf Chromosom 7 und im q-Arm in Band drei zurückzuführen ist (Abb. 36.2).

Struktur der Chromosomenbande:

Um zu verstehen, was chromosomale Banden darstellen, ist es wichtig, die Struktur des Chromosoms zu kennen. Eukaryotische Chromosomen bestehen aus Chromatin, einer Kombination aus nuklearer DNA und Proteinen. Es gibt zwei Chromatinvarianten, eine als Heterochromatin und eine andere als Euchromatin.

Sie können zytologisch in Segmente, das Heterochromatin, unterschieden werden, es nimmt dunkle Verfärbung, während andere Euchromatin ist, was hellere Verfärbung erfordert. Heterochromatin ist in der Peripherie des Zellkerns lokalisiert (Abb. 36.3).

Es wird angenommen, dass Heterochromatin verschiedene Funktionen erfüllt, von der Genregulation bis zum Schutz der Integrität des Chromosoms. Das konstitutive Heterochromatin kommt um das Chromosomenzentromer und in der Nähe von Telomeren vor.

Alle Zellen einer gegebenen Spezies verpacken die gleiche DNA-Region in konstitutivem Heterochromatin, und in allen Zellen werden alle in dem konstitutiven Heterochromatin enthaltenen Gene schlecht exprimiert.

Das fakultative Heterochromatin ist innerhalb der Zellen einer Spezies nicht konsistent, und daher können Sequenzen in einer Zelle, die in fakultativem Heterochromatin gepackt sind (und die Gene in schlecht exprimiertem Gen), in Euchromatin in einer anderen Zelle gepackt werden (und Gene innerhalb von nicht mehr zum Schweigen gebracht werden). . Daher ist die Bildung von fakultativem Heterochromatin reguliert und geht häufig mit Morphogenese oder Differenzierung einher.

Die zwei Arten von Proteinen sind Histone und Nicht-Histone-Proteine. Histone sind Proteine, die reich an positiv geladenen Aminosäuren, Lysin und Arginin sind. Aus diesem Grund binden sie fest an negativ geladene Phosphate in der DNA. Die Nicht-Histon-Proteine ​​sind meist Transkriptionsfaktoren, die den Teil der DNA regulieren, der in RNA transkribiert.

Die Streifenbildungstechniken lassen sich in zwei Gruppen einteilen:

1. GQ- und R-Banden, diese Banden sind entlang der gesamten Chromosomenlänge verteilt.

2. C-Banden (centromerische Banden) und NOR (Nucleolus-Organizer-Regionen). Sie werden zum Anfärben einer Restriktionszahl spezifischer Banden oder Strukturen verwendet. C-Banding-Verfahren erlauben nicht die Identifizierung jedes Chromosoms im somatischen Zellkomplement, sondern können zur Identifizierung spezifischer Chromosomen verwendet werden.

G-Streifenbildung:

G-Banden werden durch Anfärben mit Giemsa (daher als G-Banden bezeichnet) nach Verdauen der Chromosomen mit Trypsin oder mit Essigsalzlösung erhalten. Trypsin zeigte in fast allen Chromosomen des Komplements ein auffälliges Streifenmuster. In der G-Bande enthält die dunkle Region Heterochromatin, das sich spät repliziert und reich an Adenin und Thymin (AT) ist.

Die Zentromere waren zum größten Teil schwach gefärbt. Das heißt, sie waren negativ für das G-Banding, was zeigt, dass diese Regionen für die proteolytische Wirkung von Trypsin empfindlich sind, während die meisten heteromeren heterogenen Telomere eine starke Anfärbung aufwiesen und daher nicht durch Trypsin verdaut wurden. Das B-Mikro-Chromosom konnte in den G-Banding-Präparaten nicht sichtbar gemacht werden.

Bei Fisch, I. labrosus, war das G-Banding in fast allen diploiden Zahlen von 56 Chromosomen auffällig, wie von de Carvalhoc und Dias (2005) festgestellt wurde. Zentromere zeigen jedoch ein negatives G-Banding.

In einer Studie der Familie Pimelodiade verwendeten Swarca et al. (2005) G-Banden in Chromosomenpräparationen von Steindachneridion scripta und Pseudoplatystoms corruscans und fanden in den drei Spezies ein Muster der longitudinalen chromosomalen Differenzierung.

Wenn die Restriktionsendonuklease BamHI verwendet wurde, zeigte sich das Vorhandensein eines überzähligen Mikro-Chromosoms (B-Chromosom) mit inter- und intraindividueller Variation. de Carvalho und Dias (2005) berichteten, dass Telomere intakt blieben, während einige Centromere schwach verdaut wurden.

Das B-Chromosom wurde von diesem Enzym auch nicht verdaut. Das erste Paar von Chromosomen zeigte ein Muster von longitudinalen Banden, sowohl mit G-Banding als auch mit BamHI, dies war bei G-Banding deutlicher. Dieses Streifenmuster kann als chromosomaler Marker für diese Population von I. labrosus betrachtet werden.

Diese Autoren berichteten auch über das Auftreten von C-Banden im Heterochromatin der Telomerregionen in den meisten Chromosomen von I. labrosus aus dem Capivara-Reservoir an den beiden Orten. Wenige Chromosomen wiesen C-Banding-positive Zentromere auf. Wenn vorhanden, erschien das überzählige oder B-Mikro-Chromosom völlig heterochromatisch.

G-Banden wurden auch bei indischen Fischen wie Channa punctatus, Colisa fascieatus, Mystus tengara, Puntius sophore und Labeo rohita beobachtet. Lakra und Krishna (1994) berichteten von G-Banded-Karyotypen in indischen Karpfen. Sharma und Sharma (1998) berichteten auch über G-Banden in Chromosomen einer großen Anzahl indischer Fische.

In Bezug auf das Verteilungsmuster von Heterochromatin in anderen Populationen von I. Labrosus haben beide Bevölkerungsgruppen ein charakteristisches Muster gezeigt. Summer (1977) fand eine große Menge Heterochromatin in interstitiellen und terminalen Regionen der Population von I. Labrosus aus dem Jurumirim-Reservoir.

Auf der anderen Seite fanden Swarco et al. (2005) in einer Population des Mogi-Guacu-Flusses (SP) zentromeres und telomeres Heterochromatin, und praktisch beobachteten Abe & Muramoto (1975), dass Heterochromatin hauptsächlich in telomerischen Regionen des Flusses verteilt ist Tibagi Fluss (TR). Sie schlugen vor, dass diese Chromosomen als Marker für diese Population verwendet werden.

R-Bänder sind ungefähr die Umkehrung von G-Bändern (das R steht für "Reverse"). Die dunkle Region ist euchromatisch und Heterochromatin als helle Regionen. R-Banding wird durch Wärme und Verwendung von Giemsa oder Fluoreszenz erhalten. Florescence-G-R-Bänder sind die fotografischen Negative der Hellfeld-Versionen, dh die Umkehrung des Hellfeld-G-Bandes und des R-Bandes.

C-Streifenbildung:

Die C-Bandierung erfolgt durch Reinigung mit Säure, die Denaturierung erfolgt durch Base und Extraktion nichtheterochromatischer DNA in heißen Salzlösungen, wie von Coming (1978) angegeben, dann mit Giesma-Färbung angefärbt. Es färbt Bereiche von konstitutivem Heterochromatin, das dicht gepackt ist und repetitive DNA enthält.

C-Banding-Regionen wurden in den Telomerregionen der meisten Chromosomen des Welses Iherigichthys labrosus aus dem Capivara-Reservoir nachgewiesen. Das C-Bandenmuster in einigen Chromosomen wurde durch Alul (Endonuclease) erhalten, die die DNA-spezifische Sequenz AG / CT identifiziert und spaltet.

Swarca (2005) erhielt auch Streifenmuster, die der C-Bandierung mit Alul in Pinirampus pirinampu und Pimelodus maculatus ähneln, ebenso wie Swarca (2005) in Steindochneridion sp und S. scripta. Bei indischen Fischen erhielten Rishi und Rishi (1992) C-Bands in Labeo rohita, während Sharma und Sharma (1998) C-Bands in Mastacembelus pancalus, Ompak bimaculata, Channa gachua, Schziothorax richardsoni usw. aufnahmen.

Q Banding:

Bei dieser Technik werden die Chromosomen durch einen fluoreszierenden Chinacrinfarbstoff angefärbt und die Chromosomen zeigen intensive fluoreszierende (Chinacrin) Q-Banden. Diese Banden sind reich an Adenin und Thymin (AT). Wenn sie ultraviolettem Licht ausgesetzt werden, zeigen sie eine intensive Fluoreszenz.

NOR Silberfärbung:

Dieses Verfahren hilft bei der Identifizierung von Genen für ribosomale RNA in einem vorherigen Zellzyklus. Das NOR-Banding wird mit Hilfe der Silberfärbung mit Fluorochrom-Chromomycin A3 (CMA) durchgeführt, wobei die chromosomalen Stellen der ribosomalen 18s-RNA unterschieden werden. Die Region ist reich an Guanin und Cytosin (CG). Wenn sie sich mit Mithraycin färben, färben sie offenbar DNA. Es wurde bei etwa 200 Fischarten untersucht.

In Cyprinus carpio wurde ein Paar NOR beobachtet, während Interstitial NOR in Channa punctatus von Rishi (1972) berichtet wurde. Vor kurzem beobachtete Swarca (2005) sekundäre Verengungen am kurzen Arm des ersten Paares von Akrozentrikern, von denen gezeigt wurde, dass sie mit der molekularen Organisationsregion in Zungaro zungaro (Pisces, Pimelodidae) assoziiert sind.

Restriktionsendonuklease-Banding und Fluoreszenz-In-Situ-Hybridisierung ist eine molekulare zytogenetische Technik, die bei der Untersuchung von Fischchromosomen ausgiebig angewendet wird.