Mit Wasserstoff versorgter Test an Bakterien, um herauszufinden, ob sie Wasserstoff produzieren können (mit Abbildung)

Lesen Sie diesen Artikel, um mehr über den Wasserstoffversuch an Bakterien zu erfahren, um herauszufinden, wie sie Wasserstoff produzieren kann!

Prinzip:

Einige Bakterien haben die Fähigkeit, Schwefel zu Schwefelwasserstoff zu reduzieren. Es ist ein farbloses Gas, das mit Eisen (Eisensalzen) reagiert und schwarze Ausfällungen von Eisensulfid bildet.

Es reagiert auch mit Bleiacetat und bildet schwarze Präzipitate von Bleisulfid. Der Schwefelwasserstoff-Test (H, S-Test) kann auf zwei Arten durchgeführt werden, basierend auf der Schwefelquelle.

Sie sind wie folgt:

(ich) H ₂ S-Test unter Verwendung einer anorganischen Schwefelquelle

(ii) H ₂ S-Test unter Verwendung einer organischen Schwefelquelle

(i) H ₂ S-Test unter Verwendung einer anorganischen Schwefelquelle:

In diesem Test werden die Testbakterien auf dreifachen Zucker-Eisenagarschrägen (TSI-Agarschrägen) gezüchtet, die Glukose, Saccharose, Laktose, Phenolrot, Natriumthiosulfat und Eisen (II) -sulfat enthalten. Wenn die Bakterien den in dem Medium verwendeten anorganischen Schwefel (Natriumthiosulfat) verwenden, wird H ₂ S erzeugt, das sich mit dem Eisensulfat im Medium zu schwarzen Ausfällungen von Eisensulfid zusammensetzt, was zu einer Änderung der Farbe des Stumpfes zu Schwarz führt .

Abgesehen von der Verwendung von anorganischem Schwefel wird, wenn die Bakterien einen der drei Zucker (Glucose, Saccharose oder Lactose) verwenden können, Säure erzeugt, die den pH-Wert des Mediums verringert. Infolgedessen ändert sich die Farbe der Schräge von Rot zu Gelb.

Erforderliche Materialien:

Reagenzgläser, Erlenmeyerkolben, Wattestopfen, Impfnadel, Autoklav, Bunsenbrenner, Laminar-Flow-Kammer, Entsorgungsgefäß, Inkubator, mit Triple Zucker-Eisenagar (TSI-Agar) isolierte Kolonien oder reine Bakterienkulturen.

Verfahren:

1. Die Inhaltsstoffe des TSI-Agarmediums (enthaltend 3 Zucker und Eisen als Hauptbestandteile) oder seines für 100 ml des Mediums erforderlichen Fertigpulvers werden abgewogen und in 100 ml destilliertem Wasser in einem 250-ml-Erlenmeyerkolben gelöst Schütteln und Wirbeln (Abbildung 7.13).

2. Sein pH-Wert wird unter Verwendung eines pH-Papiers oder eines pH-Meters bestimmt und unter Verwendung von 0, 1 N HCl auf 0, 1 eingestellt, wenn weniger als 0, 1 N NaOH verwendet wird.

3. Der Kolben wird erhitzt, um den Agar vollständig in dem Medium aufzulösen.

4. Bevor es sich verfestigt, wird das Medium in warmem geschmolzenem Zustand in 5 Teströhrchen (jeweils ca. 20 ml) verteilt.

5. Die Reagenzgläser sind mit Baumwolle verstopft, mit Bastelpapier bedeckt und mit Faden oder Gummiband gebunden.

6. Sie werden bei 121 ° C (15 psi Druck) 15 Minuten in einem Autoklaven sterilisiert.

7. Nach der Sterilisation werden sie aus dem Autoklaven genommen und in einer schrägen Position gehalten, um das Medium abzukühlen und zu verfestigen, um TSI-Agar-Schrägen zu erhalten.

8. Die Testbakterien werden aseptisch, vorzugsweise in einer Laminar-Flow-Kammer, in die Schrägen inokuliert, indem sie in den Kolben stechen und mit Hilfe einer flammensterilisierten Nadel auf der Oberfläche der Schrägen streifen. Die Nadel wird nach jeder Impfung sterilisiert.

9. Die inokulierten Schrägen werden 24 Stunden bei 37 ° C in einem Inkubator inkubiert.

Beobachtungen:

1. Die Farbe des Stumpfs ändert sich in Schwarz: H ₂ S positiv.

2. Die Farbe des Kolbens ändert sich nicht in Schwarz: H ₂ S negativ.

(ii) H ₂ S-Test unter Verwendung einer organischen Schwefelquelle

In diesem Test werden die Testbakterien in Cysteinbrühe gezüchtet, die Cystein als organische Schwefelquelle enthält. Verwendet das Bakterium den organischen Schwefel (Cystein), der mit Hilfe seines Enzyms "Cysteindesulfurase" im Medium verwendet wird, wird H ₂ S produziert. Dieses H ₂ S wird mit dem in Papier getränkten Bleiacetat kombiniert, um schwarze Bleisulfid-Präzipitate zu bilden, die zu einer Farbänderung des Papierstreifens in Schwarz führen.

Erforderliche Materialien:

Reagenzgläser, Erlenmeyerkolben, Wattestopfen, Impföse, Autoklav, Bunsenbrenner, Laminar-Flow-Kammer, Entsorgungsglas, Inkubator, Cysteinbrühe, Whatman-Filterpapierstreifen, Bleiacetatlösung (gesättigt), isolierte Kolonien oder Reinkulturen von Bakterien.

Verfahren:

1. Die Inhaltsstoffe des Cysteinbrühenmediums (das Cystein als Hauptkomponente enthält) oder seines gebrauchsfertigen Pulvers, das für 100 ml Brühe erforderlich ist, werden abgewogen und in 100 ml destilliertem Wasser in einem 250-ml-Erlenmeyerkolben durch Schütteln und Verwirbeln gelöst ( Abbildung 7.14).

2. Sein pH-Wert wird unter Verwendung eines pH-Papiers oder eines pH-Meters bestimmt und unter Verwendung von 0, 1 N HCl auf 0, 1 eingestellt, wenn weniger als 0, 1 N NaOH verwendet wird. Der Kolben wird gegebenenfalls erhitzt, um die Bestandteile vollständig aufzulösen.

3. Die Brühe wird in fünf Reagenzgläser (je ca. 10 ml) verteilt, mit Watte verstopft, mit Bastelpapier abgedeckt und mit Faden oder Gummiband gefesselt.

4. Die Bouillonröhrchen werden 15 Minuten bei 121 ° C (15 psi Druck) in einem Autoklaven sterilisiert.

5. Man lässt die Bouillonröhrchen auf Raumtemperatur abkühlen.

6. Die Testbakterien werden aseptisch, vorzugsweise in einer Kammer mit laminarer Strömung, mit Hilfe einer über Bunsenflamme sterilisierten Impföse in die Brühe geimpft. Die Schlaufe wird nach jeder Impfung sterilisiert.

7. Ein kleiner Streifen Papier, getränkt in Bleiacetatlösung (gesättigt), wird an der Mündung jedes Teströhrchens so befestigt, dass ein großer Teil davon innerhalb des Teströhrchens und ein kleiner Teil außerhalb des Teströhrchens verbleibt.

8. Die inokulierten Bouillonröhrchen werden 48 Stunden in einem Inkubator bei 37 ° C inkubiert.